AAV 기반 내이 유전자 치료 실험 설계 및 적용 실용 가이드

세계보건기구(WHO)에 따르면 전 세계적으로 약 3,400만 명의 어린이를 포함하여 4억 3,000만 명 이상의 사람들이 장애를 유발하는 난청을 앓고 있으며, 이 수치는 2050년까지 7억 명에 달할 것으로 예상됩니다. 유전적 요인은 선천성 및 조기 발병형 난청의 최대 60%를 차지합니다. 보청기나 인공와우와 같은 기존의 중재법은 손실된 기능을 보상할 수 있을 뿐이지만, 아데노부속바이러스(AAV) 기반의 유전자 치료는 근본적인 완치를 가능하게 만들기 시작했습니다. 본 가이드는 표적 세포 생물학, 혈청형 지향성(tropism), 프로모터 전략, 전달 경로, 대표적인 임상 중개 연구 사례 등 AAV 기반 내이 치료제 개발의 핵심 요소를 실험 설계를 위한 실용적이고 의사결정 지향적인 가이드로 압축하여 제공합니다.

1. 내이의 구조 및 표적 세포 생물학

귀는 세 부분으로 구성됩니다. 외이(소리를 모으는 귓바퀴와 외이도), 중이(진동을 증폭하는 고막과 세 개의 이소골), 그리고 측두골 깊숙이 위치하여 달팽이관(청각)과 전정기관(평형감각)을 수용하는 내이입니다. 달팽이관은 나선형 구조로, 외림프액으로 채워진 전정계(scala vestibuli) 및 고실계(scala tympani)와 내림프액으로 채워진 중간계(scala media)의 세 구획으로 나뉩니다. 중간계의 높은 칼륨 농도(약 150 mM)는 +80 mV의 와우내전위(endocochlear potential)를 유지합니다. 외림프와 내림프는 이온 조성이 뚜렷하게 다르기 때문에 정원창(round window membrane)을 통해 전달된 AAV 벡터는 외림프가 찬 고실계로 들어가 내림프에 노출된 유모세포에 도달하기 위해 나선판(spiral lamina)을 통과해야 합니다. 이 물리적 장벽은 형질도입 효율을 제한하므로 벡터 설계 시 반드시 고려해야 합니다.

정밀한 유전자 전달은 네 가지 주요 세포 집단을 이해하는 데 달려 있습니다.

1. 유모세포(Hair Cells, HCs): 감각 효과기입니다. 사람의 귀 하나당 약 3,500개의 내유모세포(IHCs)는 기계적 진동을 글루타메이트 방출로 변환하여 나선신경절 뉴런(SGNs)을 활성화하며(OTOF 변異는 이 시냅스 단계를 방해하여 DFNB9 난청을 유발함), 귀 하나당 약 12,000개의 외유모세포(OHCs)는 모터 단백질인 프레스틴(prestin, SLC26A5)을 통해 소리를 능동적으로 증폭하지만 소음, 이독성 약물, 유전적 결함에 특히 취약합니다. 결정적으로 포유류의 유모세포는 성숙 후 재생되지 않으므로, 유모세포가 사멸하기 전에 유전자 치료를 전달하는 것은 다른 어떤 치료법도 대체할 수 없는 치료 기회를 제공합니다.
2. 지지세포(Supporting Cells, SCs): 와우 내 이온 항상성을 유지하며, Atoh1 유도 교차분화와 같은 유모세포 재생 전략의 핵심 표적입니다. 주로 SC에서 발현되는 GJB2(커넥신 26)는 전 세계적으로 유전성 난청의 가장 흔한 단일 원인입니다.
3. 혈관조(Stria Vascularis): 내림프로 칼륨을 분비하여 와우내전위를 유지하며, KCNQ1/KCNE1 또는 KCNQ4의 돌연변이는 이 과정을 방해합니다.
4. 나선신경절 뉴런(Spiral Ganglion Neurons, SGNs): 일차 구심성 청신경으로, Type I(약 95%)은 IHC와 시냅스를 형성하고 Type II(약 5%)는 OHC와 시냅스를 형성하며 신경보호 유전자 치료의 중요한 표적입니다.

2. 전달체 선택: 내이에서의 AAV 혈청형 지향성(Tropism)

AAV 혈청형마다 내이 세포 유형에 대한 친화성이 현저히 다르며, 이러한 지향성은 연령 및 동물 종에 강하게 의존합니다. 아래 표는 임상 및 실험적으로 가장 유의미한 혈청형을 정리한 것입니다(대부분의 데이터는 마우스 모델 기준).

혈청형을 선택할 때는 표적 세포 유형, 동물 연령/종, 임상 중개 목표를 함께 고려해야 합니다.

• 광범위한 유모세포 커버리지: Anc80L65(신생기) 또는 AAV2.7m8(전 연령)이 주요 선택지입니다.
• IHC 단독 표적화: AAV-ie 또는 AAV9로 충분합니다.
• 지지세포(SC): AAV-ie 또는 AAV-KP1이 선호됩니다.
• SGN: Anc80L65가 적합합니다.
• 혈관조: AAV8BP2가 권장됩니다.
• 실험 모델별: 신생 마우스(P0–P5)는 Anc80L65, AAV-ie, AAV2.7m8에 잘 반응하며, 비인간 영장류 연구에는 AAV-S가 유리합니다.
• 임상 중개: AAV2.7m8은 안과 임상 전례(NCT03326336)가 있고, AAV-ie는 인간 조직 검증이 가장 우수하며, AAV1은 이미 이과 임상시험에서 앞서 나가고 있습니다(사례 3 참조). 다음 섹션에서 다룰 프로모터 전략 또한 초기부터 이 결정과 통합되어야 합니다.

3. 정밀 스위치 장착: 프로모터 및 조절 서열 선택

혈청형이 벡터가 들어갈 ‘문’을 결정한다면, 프로모터는 들어간 후 켤 ‘조명’을 결정합니다. 말단역위서열(ITR)을 포함해 약 4.7 kb에 불과한 AAV의 제한된 패키징 용량으로 인해 프로모터 선택은 매우 중요한 설계 제약 조건입니다.

천연 프로모터는 특이성과 발현 강도 사이의 절충을 요구합니다. CAG와 같이 광범위하고 강력한 프로모터는 효율적이지만 비표적(off-target) 발현의 위험이 있고, 천연 Myo15a와 같은 세포 특이적 프로모터는 정밀하지만 발현 강도가 너무 약한 경우가 많습니다. 인핸서 엔지니어링은 보존된 비암호화 서열을 합성 컨스트럭트로 재조합하여 이러한 한계를 극복합니다(사례 2의 B8 인핸서는 높은 특이성과 높은 발현 강도를 결합한 대표적인 예입니다).

기본적인 지침으로 기초 PoC 연구에는 CBA 또는 EF1α를, 유모세포 특이적 치료 컨스트럭트에는 Myo15a(전장 또는 절편형)를, 지지세포 표적화에는 GFAP를, SGN 연구에는 Syn1을 사용하십시오. 패키징 용량은 지속적인 제약 요소입니다. ITR을 제외한 AAV의 실제 사용 가능 공간은 약 4.4 kb이므로, OTOF(~5.9 kb)나 MYO15A(~11 kb)와 같은 대형 유전자는 이중 AAV 시스템과 콤팩트한 프로모터가 필수적입니다. 용량을 초과하는 유전자는 생산 수율과 형질도입 효율을 모두 급격히 떨어뜨립니다.

4. 최종 장벽 돌파: 내이 전달 경로

선택한 전달 경로는 AAV 벡터의 체내 분포와 형질도입 효율에 직접적인 영향을 미칩니다. 내이는 깊숙이 위치하며 구조적으로 취약하기 때문에 유효성, 안전성, 임상 적용 가능성 간의 균형을 유지해야 합니다.

전형적인 주입량은 신생/유년기 마우스(P0–P7)에서 0.5–1.5 µL, 성체(>P21)에서 1.0–2.0 µL이며, 바이러스 투여량은 리포터 연구 시 귀당 1×10¹⁰–1×10¹¹ vg, 기능 회복 연구 시 귀당 5×10¹⁰–5×10¹¹ vg입니다. 사례 3에 기술된 양측 DFNB9 임상시험에서는 귀당 50 µL 용량으로 120 nL/min의 속도로 1.5×10¹² vg를 사용했습니다.

모든 시술에는 무균 조작, 적절한 마취(P0–P3 새끼는 저체온 마취, P4 이후는 이소플루란), 압력 손상을 방지하기 위한 50–150 nL/min의 주입 속도, 그리고 수술 후 진통 처치가 필요합니다. ABR 및 DPOAE는 주입 전(베이스라인), 주입 후 2–4주, 4–8주 차에 평가해야 하며, 과도한 용량이나 부피 자체가 유모세포를 손상시킬 수 있으므로 스케일업 전에 용량 점증 예비 시험을 수행하는 것이 권장됩니다.

5. 대표적인 중개 연구 사례

사례 1: 유전성 난청 치료를 위한 염기 편집 (Base Editing)

푸단대학교 안이비인후과병원의 Yilai Shu 연구팀은 서울대학교병원의 배상수 및 이상연 교수 연구팀과 공동으로, PAM 유연성 아데닌 염기 편집기를 사용하여 인간화 마우스 모델에서 MPZL2 c.220C>T 창시자 돌연변이를 교정했습니다(이 변이는 1,437개 가계 코호트에서 동아시아 소아 DFNB111 난청 사례의 약 15.5%의 원인으로 규명됨).

연구팀은 14개의 염기 편집기/sgRNA 조합을 스크리닝한 후 ABE8eWQ-SpRY와 sgRNA3(in vitro 편집 효율 50% 이상, 낮은 바이스탠더 및 비표적 활성) 조합을 선택하고, 이를 스플릿-인테인(split-intein) 이중 AAV-ie 시스템(CMV/U6 프로モーター, 5×10¹³ GC/mL, P2 마우스 정원창 마이크로 주입, 총 2 µL)으로 전달했습니다.

치료받은 동물은 8 kHz에서 최소 20주 동안 야생형에 근접한 ABR 역치를 보였고, 외유모세포 및 다이터스 세포 수가 회복되었으며, MPZL2 mRNA/단백질 발현이 정상화되었고, 검출 가능한 비표적 편집이나 이독성은 관찰되지 않았습니다. 이는 염기 편집과 AAV-ie 전달의 결합이 임상적으로 중요한 창시자 돌연변이를 지속적으로 역전시킬 수 있음을 입증합니다.

그림 1: MPZL2 c.220C>T 돌연변이를 생체 내에서 교정하는 이중 AAV-ie-ABE8eWQ-SpRY:sgRNA3 벡터. 스플릿-인테인 전달 모식도와 최소한의 바이스탠더/비표적 활성을 갖는 온타깃(on-target) 편집 효율을 보여줌.

사례 2: 특이성과 발현 강도를 동시에 잡는 인핸서 엔지니어링

상하이과기대학교의 Guisheng Zhong 연구팀은 기존의 ChIP-seq이나 ATAC-seq을 적용하기에 너무 작은 미세 조직의 조절 서열을 분석하는 플랫폼인 ‘ARBITER’를 개발하고, 이를 결손 시 중증 OHC 유래 난청을 유발하는 Slc26a5(프레스틴)에 적용했습니다.

보존된 두 개의 인트론 서열인 E1(247 bp)과 E2(525 bp)는 협동적으로 작용합니다. E2 단독으로 OHC 특이적 발현을 유도하고 E1이 이를 대폭 증강하는 반면, 두 서열의 동시 녹아웃은 프레스틴 발현을 완전히 없애고 심각한 난청을 유발했습니다. 천연 E1+E2 기반 유전자 치료는 프레스틴을 야생형 수준의 약 25–50%까지만 회복시켜 불완전한 청력 회복을 보였으나, 중복된 조절 모듈로 구축된 합성 인핸서(B8)는 야생형에 가까운 프레스틴 발현을 유도했습니다. 치료받은 11마리 중 8마리의 마우스가 정상적인 OHC 형태와 함께 완전한 ABR/DPOAE 회복을 보였으며, CAG 프로모터가 성체 마우스에서 청각 손상을 유발한 반면 B8은 청각 손상을 일으키지 않았습니다. 이 연구는 일반적으로 상충 관계로 여겨지는 특이성과 발현 강도가 모듈형 인핸서 엔지니어링을 통해 동시에 최적화될 수 있음을 보여줍니다.

그림 2: 합성 B8 인핸서가 성체 마우스에서 광범위 활성을 갖는 CAG 프로모터에서 관찰된 청각 손상을 피하면서 안전하고 OHC 특이적인 형질도입을 달성함을 보여줌.

사례 3: 양측 OTOF 유전자 치료를 통한 양이 청력 회복

푸단대학교 안이비인후과병원의 Yilai Shu 및 Wuqing Wang 연구팀은 DFNB9 소아 환자 5명(1–11세)을 대상으로 양측 AAV1-hOTOF 유전자 치료의 단일군 임상시험을 진행했습니다. DFNB9은 정상적인 유모세포 형태에도 불구하고 오토펄린(otoferlin) 의존성 시냅스 전달을 불능화하는 이중대립유전자 OTOF 돌연변이로 인해 발생하는 청각신경병증의 일종입니다.

전장 OTOF cDNA(~5.9 kb)는 AAV의 패키징 한계를 초과하기 때문에, 연구팀은 중복 재조합(overlapping-recombination) 이중 벡터 전략을 사용했습니다. 유모세포 특이적인 Myo15a 프로모터가 적용된 N-말단 및 C-말단 AAV1 벡터를 사용하여 두 벡터가 동일 세포 내로 유입되면 세포 내에서 전장 오토펄린으로 재구성되도록 했습니다. 순차적 투여 시 발생하는 중화항체 장벽을 피하기 위해 동시 양측 정원창 주입(귀당 1.5×10¹² vg, 50 µL, 120 nL/min)으로 전달되었습니다.

5명의 환자 모두 용량 제한 독성 없이 경미하고 일시적인 이상반응만을 겪으며 치료를 견뎌냈습니다. ABR 역치는 치료 전 무반응(>95 dB)에서 13–26주 차에 50–85 dB로 개선되었고, 어음 인지도 점수가 크게 향상되었습니다(한 환자의 MAIS 점수는 40점 만점에 1점에서 28점으로 상승). 특히 양측 치료를 통해서만 가능했던 성과로서 음원 위치 파악(음원 정위) 능력이 회복되어 한 환자의 위치 추적 오류가 92.8°에서 40.0°로 개선되었습니다. 이 임상시험은 용량 초과 유전자에 대한 이중 AAV 전략의 타당성과 양쪽 귀를 동시에 치료하는 부가적인 기능적 가치를 모두 입증했습니다.

그림 3: 환자 1–5의 뇌간유발반응(ABR) 및 청각지속반응(ASSR) 역치. 양측 AAV1-hOTOF 치료 후 베이스라인의 무반응 상태에서 측정 가능한 역치로 변화함을 보여줌.

6. 내이 AAV 적용을 위한 빠른 의사결정 가이드

위 표의 모든 항목에 걸쳐 고려해야 할 네 가지 핵심 사항:

1. 연령은 가장 중요한 변수입니다: 동일한 혈청형이라도 신생기와 성체 귀 사이에서 형질도입 효율이 10배(order of magnitude) 이상 차이 날 수 있으므로(특히 OHC), 연령에 맞는 모델을 사용하지 않으면 결과 재현에 실패할 수 있습니다.
2. 프로모터 크기가 벡터 전략을 좌우합니다: 목적 유전자 + 프로모터 + 인핸서의 크기가 약 4.4 kb 이내로 유지되어야 하며, 초과 시 이중 벡터 접근법이 필수적입니다.
3. 수술 숙련도는 실험 간 변동성의 가장 큰 원인입니다: 양성 대조군(효율이 알려진 표준 혈청형 + CAG-GFP)을 포함하고 일관된 ABR 베이스라인 프로토콜을 유지하십시오.
4. 면역 반응 평가를 계획에 포함하십시오: 국소 주입 후 1~2주 뒤 말초 혈액에서 항-AAV 중화항체를 검사하여 기존 면역 반응이 교란 변수로 작용하지 않도록 배제하십시오.

7. 자주 묻는 질문 (FAQ)

Q1: IHC 형질도입은 잘 되는데 OHC나 지지세포 형질도입은 잘 되지 않습니다. 무엇을 확인해야 합니까?
이는 대개 혈청형과 표적 세포 집단 간의 불일치를 반영합니다. 올바른 해결책은 연령, 동물 종, 표적에 따라 달라집니다. 유모세포의 경우 Anc80L65 또는 AAV2.7m8을 시도하고 성체에서는 PSCC 전달을 고려하십시오. 지지세포의 경우 AAV-ie 및 그 최적화 변이체가 선호됩니다. 대규모 실험 전에 후보 혈청형에 대한 소규모 스크리닝을 진행하십시오.

Q2: AAV 패키징 효율과 역가(titer)가 낮고 발현이 불안정합니다. 무엇이 문제입니까?
ITR 간 서열을 4.7 kb 상한선보다 훨씬 낮게(3.0–3.5 kb 근처가 최적) 유지하십시오. 큰 유전자의 경우 코딩 서열을 이중 또는 삼중 AAV 시스템으로 나누거나 검증된 기능적 절편을 사용하고, 최종 컨스트럭트를 전장 시퀀싱으로 확인하십시오.

Q3: 트랜스진 발현이 초기에 정점을 찍은 후 감소합니다. 이를 어떻게 방지할 수 있습니까?
EF1α와 같은 안정적인 프로모터나 최적화된 세포 특이적 프로모터를 선택하고, 메틸화로 인한 침묵(silencing)에 취약한 프로모터는 피하십시오. 인핸서 요소나 인슐레이터 서열(예: cHS4)을 추가하는 것도 도움이 됩니다.

Q4: 특정 혈청형이 신생기에는 잘 작동하지만 성체에서는 실패합니다. 이유가 무엇이며 어떻게 대처해야 합니까?
신생기 윈도우(P0–P7)에서는 일반적으로 RWM 전달이 가장 효과적이지만, 성체의 OHC 형질도입을 위해서는 PSCC 전달을 고려해 볼 만합니다. 표적 질환의 자연 경과를 추적하여 가능한 한 조기에 개입하십시오. 유모세포가 이미 퇴행·소실된 후에는 직접적인 유전자 대체보다 재생(지지세포 교차분화) 전략이 더 적절할 수 있습니다.

8. 내이 연구를 위한 실용적인 AAV 설계 원칙

AAV 기반 내이 연구를 수행하는 연구자를 위해 실험 성공률을 높일 수 있는 몇 가지 원칙을 제시합니다.

• 캡시드를 선택하기 전에 1차 표적 세포를 명확히 정의하십시오.
• 연구 설계 초기 단계부터 동물의 연령, 종, 질환 단계를 고려하십시오.
• 가능한 경우 인간과 관련된 모델 또는 중개 연구 모델을 사용하십시오.
• 프로모터 또는 인핸서를 표적 세포 및 페이로드에 맞추어 설계하십시오.
• 취약한 달팽이관 세포 내에서 불필요한 과발현을 피하십시오.
• 전체 카세트 크기가 AAV 패키징 용량과 호환되는지 확인하십시오.
• 치료 유전자가 AAV 용량을 초과하는 경우 이중 AAV 전략을 사용하십시오.
• 적절한 대조군 AAV 벡터를 포함하십시오.
• 분자적 발현과 청각 기능적 결과를 모두 평가하십시오.
• 청각 및 전정계 안전성을 모니터링하십시오.
• 강력한 분석적 뒷받침이 있는 특성 분석이 완료된 AAV 제제를 사용하십시오.

결론

AAV 매개 내이 유전자 전달은 유전성 난청의 연구와 치료 환경을 변화시키고 있습니다. 이 분야는 초기 개념 증명 실험을 넘어 특히 OTOF 관련 난청에 대한 임상 검증 및 규제 승인을 향해 나아가고 있습니다. 동시에 내이는 여전히 유전자 전달에 있어 기술적으로 가장 까다로운 표적 중 하나입니다.

성공적인 AAV 내이 연구를 위해서는 표적 세포 생물학, 캡시드 지향성, 프로모터 및 인핸서 설계, 페이로드 크기, 전달 경로, 벡터 품질, 기능적 안전성을 아우르는 통합적 전략이 필요합니다. 모든 응용 분야에 완벽한 단일 혈청형, 프로모터 또는 전달 방법은 존재하지 않습니다. 대신 각 프로젝트는 표적 유전자의 생물학적 특성, 영향을 받는 세포 유형, 질환 단계 및 중개 연구 목표에 맞추어 맞춤 설계되어야 합니다.

캡시드 엔지니어링, 인핸서 설계, 이중 벡터 시스템, 염기 편집 및 고품질 AAV 제조 기술이 지속적으로 발전함에 따라, AAV 기반 내이 유전자 치료는 소수의 단일 유전자 질환을 넘어 청력 회복, 달팽이관 보호, 청각계 복구에 대한 더 광범위한 연구로 확장될 것입니다.

PackGene의 내이 AAV 유전자 치료 연구 지원

PackGene은 내이 유전자 전달 연구를 지원하기 위해 맞춤형 AAV 벡터 설계, 패키징, 생산, 정제, 혈청형 선택 및 분석 테스트 서비스를 제공합니다. 난청 및 달팽이관 유전자 치료 프로젝트를 위해 PackGene은 표적 세포 유형, 캡시드 선택, 프로모터/인핸서 선택, 페이로드 크기, 이중 AAV 요구 사항, 발현 목표 및 다운스트림 품질 관리를 고려한 AAV 전략 설계를 지원합니다.

PackGene은 유전자 전달 연구에 널리 사용되는 야생형 및 엔지니어링 캡시드를 포함하는 광범위한 AAV 혈청형 포트폴리오를 보유하고 있습니다. 품질 중심의 AAV 생산과 분석적 특성화를 결합하여, PackGene은 내유모세포 표적화, 외유모세포 표적화, 지지세포 연구, 나선신경절 뉴런 연구, 질환 모델링, 유전자 대체, 유전자 편집 및 전임상 내이 유전자 치료제 개발을 위한 AAV 도구 제작을 지원합니다.

 

References

Zhao, Y., Zhang, L., Wang, D., Chen, B., & Shu, Y. (2022). Approaches and Vectors for Efficient Cochlear Gene Transfer in Adult Mouse Models. Biomolecules, 13(1), 38.

Zhang, L., Wang, H., Xun, M., Tang, H., Wang, J., Lv, J., … Shu, Y. (2025). Preclinical evaluation of the efficacy and safety of AAV1-hOTOF in mice and nonhuman primates. Molecular Therapy Methods & Clinical Development, 33(3), 101575.

Lv, J., Wang, H., Cheng, X., Chen, Y., Wang, D., Zhang, L., … Shu, Y. (2024). AAV1-hOTOF gene therapy for autosomal recessive deafness 9: a single-arm trial. The Lancet, 403(10441). https://doi.org/10.1016/S0140-6736(23)02874-X

Iranfar, S., Cornille, M., Roldan, M. S., Plion, B., Lecomte, M.-J., Safieddine, S., & Lahlou, G. (2025). Cell tropism of adeno-associated viruses within the mouse inner ear in vivo: from embryonic to adult stages. Scientific Reports, 15(1).

Ballana, E., Wang, J., Venail, F., Estivill, X., Puel, J.-L., Arbonès, M. L., & Bosch, A. (2008). Efficient and specific transduction of cochlear supporting cells by adeno-associated virus serotype 5. Neuroscience Letters, 442(2).

Emptoz, A., Michel, V., Lelli, A., Akil, O., Boutet de Monvel, J., Lahlou, G., … Safieddine, S. (2017). Local gene therapy durably restores vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1G. Proceedings of the National Academy of Sciences, 114(36).

Isgrig, K., Ishibashi, Y., Lee, H. J., Zhu, J., Grati, M., Bennett, J., … Chien, W. W. (2022). AAV8BP2 and AAV8 transduce the mammalian cochlear lateral wall and endolymphatic sac with high efficiency. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 26.

Han, S., Xu, Z., Wang, S., Tang, H., Hu, S., Wang, H., … Shu, Y. (2024). Distributional comparison of different AAV vectors after unilateral cochlear administration. Gene Therapy, 31(3–4).

Isgrig, K., McDougald, D. S., Zhu, J., Wang, H. J., Bennett, J., & Chien, W. W. (2019). AAV2.7m8 is a powerful viral vector for inner ear gene therapy. Nature Communications, 10(1).

György, B., Meijer, E. J., Ivanchenko, M. V., Tenneson, K., Emond, F., Hanlon, K. S., … Corey, D. P. (2019). Gene Transfer with AAV9-PHP.B Rescues Hearing in a Mouse Model of Usher Syndrome 3A and Transduces Hair Cells in a Non-human Primate. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 13.

Tao, Y., Liu, X., Yang, L., Chu, C., Tan, F., Yu, Z., … Wu, H. (2022). AAV-ie-K558R mediated cochlear gene therapy and hair cell regeneration. Signal Transduction and Targeted Therapy, 7(1).

Ivanchenko, M. V., Hanlon, K. S., Hathaway, D. M., Klein, A. J., Peters, C. W., Li, Y., … Corey, D. P. (2021). AAV-S: A versatile capsid variant for transduction of mouse and primate inner ear. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 21.

Kim, M.-A., Ryu, N., Kim, H.-M., Kim, Y.-R., Lee, B., Kwon, T.-J., … Kim, U.-K. (2019). Targeted Gene Delivery into the Mammalian Inner Ear Using Synthetic Serotypes of Adeno-Associated Virus Vectors. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 13.

Aaron, K. A., Pekrun, K., Atkinson, P. J., Billings, S. E., Abitbol, J. M., Lee, I. A., … Cheng, A. G. (2023). Selection of viral capsids and promoters affects the efficacy of rescue of Tmprss3-deficient cochlea. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 30.

Shubina-Oleinik, O., Nist-Lund, C., French, C., Rockowitz, S., Shearer, A. E., & Holt, J. R. (2021). Dual-vector gene therapy restores cochlear amplification and auditory sensitivity in a mouse model of DFNB16 hearing loss. Science Advances, 7(51).

Akil, O., Dyka, F., Calvet, C., Emptoz, A., Lahlou, G., Nouaille, S., … Lustig, L. R. (2019). Dual AAV-mediated gene therapy restores hearing in a DFNB9 mouse model. Proceedings of the National Academy of Sciences, 116(10).

Al‐Moyed, H., Cepeda, A. P., Jung, S., Moser, T., Kügler, S., & Reisinger, E. (2019). A dual‐AAV approach restores fast exocytosis and partially rescues auditory function in deaf otoferlin knock‐out mice. EMBO Molecular Medicine, 11(1).

US Patent 2021/0388045A1.

Hu, S. W., Lv, J., Wang, Z., Tang, H., Wang, H., Wang, F., … Li, H. (2024). Engineering of the AAV-Compatible Hair Cell-Specific Small-Size Myo15 Promoter for Gene Therapy in the Inner Ear. Research, 7.

Rio, C., Dikkes, P., Liberman, M. C., & Corfas, G. (2002). Glial fibrillary acidic protein expression and promoter activity in the inner ear of developing and adult mice. Journal of Comparative Neurology, 442(2).

Keppeler, D., Merino, R. M., Lopez de la Morena, D., Bali, B., Huet, A. T., Gehrt, A., … Moser, T. (2018). Ultrafast optogenetic stimulation of the auditory pathway by targeting‐optimized Chronos. The EMBO Journal, 37(24).

Gene Therapy vs Cochlear Implantation in Restoring Hearing Function and Speech Perception for Individuals With Congenital Deafness. JAMA Neurology. Published online July 21, 2025. https://doi.org/10.1001/jamaneurol.2025.2053

Hu, S. W., Jeong, S., Jiang, L., Koo, H., Wang, Z., Choi, W. H., … Shu, Y. (2025). PAM-flexible adenine base editing rescues hearing loss in a humanized MPZL2 mouse model harboring an East Asian founder mutation. Nature Communications, 16(1), 7186. https://doi.org/10.1038/s41467-025-62562-8

Zhao, S., Yang, Q., Yu, Z., Chu, C., Dai, S., Li, H., … Zhong, G. (2025). Deciphering enhancers of hearing loss genes for efficient and targeted gene therapy of hereditary deafness. Neuron, 113(10). https://doi.org/10.1016/j.neuron.2025.03.023

Wang, H., Chen, Y., Lv, J., Cheng, X., Cao, Q., Wang, D., … Shu, Y. (2024). Bilateral gene therapy in children with autosomal recessive deafness 9: single-arm trial results. Nature Medicine, 30(7), 1898–1904. https://doi.org/10.1038/s41591-024-03023-5

Akil O, et al. “Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane.” JoVE, Issue 97, 2015. PMCID: PMC4401361.

Isgrig K & Chien WW. “Posterior Semicircular Canal Approach for Inner Ear Gene Delivery in Neonatal Mouse.” JoVE, Issue 133, 2018. PMCID: PMC5931426.

World Health Organization. (2021). Deafness and hearing loss. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/deafness-and-hearing-loss

Shearer, A. E., Hildebrand, M. S., Odell, A. M., et al. Genetic Hearing Loss Overview. In: GeneReviews, NCBI Bookshelf. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1434/

Wu, Z., Yang, H., & Colosi, P. (2010). Effect of genome size on AAV vector packaging. Molecular Therapy, 18(1), 80–86; see also overview at https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC9910337/